可溶性蛋白和考马斯亮蓝反应出现沉淀

考马斯亮蓝G250具有红色和蓝色两种色调.在酸性溶液中,其以游离态存在呈棕红色；当它与蛋白质通过疏水作用结合后变为蓝色.它染色灵敏度高,反应速度快,约在2分钟左右时间达到平衡,在室温一小时内稳定.在0

应为不知道你的标准曲线Y的单位,如果是以加入的标准品的质量做出的曲线,同时没有什么稀释过程的话,你就直接算好了：Y=0.0044*68.790+0.0245=0.327176（单位）,总蛋白量=0.3

工作量大了点吧!自己看看参考资料吧!很全

是电泳结束后,把分离胶切下来放在平皿里,用考马斯亮蓝染液（0.05%）染色过夜,之后换脱色液（醋酸：乙醇：水1：4：5）泡一段时间就能看到清晰的条带了~

标准曲线可以自己测定的.一般试剂盒上也有啊

Bradford法的突出优点是：（1）灵敏度高,据估计比Lowry法约高四倍,其最低蛋白质检测量可达1mg.这是因为蛋白质与染料结合后产生的颜色变化很大,蛋白质－染料复合物有更高的消光系数,因而光吸收

太浓了不好上样么.再问：是染色不好染么？上样是什么意思？再答：是先跑胶再染色么上样就是把样品加到胶孔里不知道你这是怎么测浓度对比标准品的亮度么如果浓度太大亮度没法区分开不就不好算浓度了

染太久后背景太重,不容易脱色,也就不容易看到条带

会的.不仅碱性氨基酸,去垢剂,如SDS,还有高浓度的缓冲液都会有影响.而且由于蛋白质酸性,碱性氨基酸含量不同,即使蛋白质浓度相同,所测出的值也会不同.

可溶性蛋白质含量的测定——考马斯亮蓝法一、原理考马斯亮蓝G-250测定蛋白质含量属于染料结合法的一种.考马斯亮蓝G-250在游离状态下呈红色,最大光吸收在488nm；当它与蛋白质结合后变为青色,蛋白质

将100mg考马斯亮蓝G-250溶于50m195％乙醇,加入100ml浓磷酸,然后,用蒸馏水补充至200ml,此染液放4℃至少6个月保持稳定.—————————————————————————————

考马斯亮蓝G-250（CoomassiebrilliantblueG-250）测定蛋白质含量属于染料结合法的一种.考马斯亮蓝G-250在游离状态下呈红色,最大光吸收在488nm；当它与蛋白质结合后变为

考马斯亮蓝测定蛋白质浓度是较常用的方法,误差可尽量减到最小,需注意：测定OD值前,将分光光度计提前预热至少30分钟,可保证准确性；配制好的考马斯亮蓝溶液应放于4度保存备用；盐离子不会影响实验结果,但去

降低染色液浓度,缩短染色时间.考染太过,会使得所有蛋白质表面都包着厚厚的一层染料,无法定量.只有降低染色液浓度,缩短染色时间才能使得染色回到线性区域,让染料强度和蛋白质浓度成正比.

1.分光光度计预热下会准些2.是否调0\100,3.用紫外的试试看楼主可曾换一台分光光度计试试,有些仪器时间长了不准的

常规用PBS或Tris-HCl都可,其实要求不是这么严格,如果害怕缓冲溶液有影响,单独做个缓冲溶液的阴性对照就行了啊,用水溶最简单.再问：我用0.1mol/l的，ph=7.8的缓冲液，测出来的值有的0

WB的胶用考马斯亮蓝染色,有为了确定你的目的条带电泳情况目的,还有一个目的,就是跟用丽春红染摸一样的作用,看转膜的效率.也就是看你的目的条带是否都转移到你的膜上了.这步染色完全可以省略,一般都可以用预

是液体就好测了呀把样品取出1ml,按照做标准曲线时一样的处理,再测OD值就行了

1.捣碎洋葱,但不能加去污剂,加去污剂会影响比色结果.过滤（假设你没有标准曲线）2.取一定量（这个其实可多可少,主要是每次分量一样就行）考马斯亮蓝G-250（别用成R-250!）,与已知浓度（浓度要小

不用固定,染色液中乙酸就有固定的作用,染色液配方：甲醇：水：乙酸=4.5:4.5:1或5:4:1再问：请问，AC固定是起什么作用的？谢谢。。。再问：请问，AC固定是起什么作用的？谢谢。。。